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5、 可溶性糖含量测定：
水分胁迫下植物的渗透调节能力与抗旱性呈正相关[7]，可溶性糖不仅是植物参与渗透调节文持细胞膨压的重要物质之一，也是有机物的主要储存形式。植物在逆境胁迫条件下，植物体内的可溶性糖会大量积累，它对细胞膜和原生质体有一定保护作用，还起到保护酶类的作用，它的积累量越大，植物的抗旱性越强。
第二章：实验方法
一、植物叶片失水率：
实验材料：植物叶片，电子天平
实验方法：采集一定数量的植物叶片，使用电子天平分别称量出叶片在采摘后、30分钟、1小时、2小时、4小时的重量，并记录作成曲线图，测出结论。
实验条件：需在晴天确认叶片上无多余水分时进行，以防止露水，雨水等影响测量。其次采集的叶片需快速称量以防止原始数据的错误，从而导致实验结论的错误。
二、 植物叶面积测量：
实验材料：植物叶片、
实验方法：挑选构骨叶片进行拍照采样，运动ImageJ软件进行叶面积的测量
三、相对含水量测定：
实验材料：植物叶片，电子天平，烘箱，烧杯。
实验方法：采集不同植株上叶片，剪去叶脉后称重即样品鲜重（Wf）放入烧杯中吸水24h后称饱和重量(Wt)，然后将叶片放入80℃烘箱中烘干48h后称烘干重（Wa），计算样品相对含水量如式（1）后，重复三次，取平均值。
RWC=[(Wf-Wa)/(Wt-Wa)]*100% （1）
四、质膜相对透性测定：
实验材料：植物叶片，带玻璃塞的刻度试管，电子天平、电导仪、水浴装置滤纸
实验方法：测定质膜相对透性一般有两种方法。本文选用浸泡法进行实验：取大小相当的植物叶片（尽量保证叶片的完整性，少含茎叶），用自来水洗净后再用蒸馏水冲洗3次，用滤纸吸干表面水分，将叶片剪成适宜长度的长条（避开主脉），快速称取鲜样3份，每份0.1g，分别置于10ml去离子水的刻度试管中，盖上玻璃塞置于室温下浸泡处理12h，用电导仪测定浸提液电导（R1），然后沸水浴加热30min，冷却至室温后摇匀，再次测定浸提液电导（R2），相对电导率=R1/R2*100%
五、可溶性糖含量的测定：（测定可溶性糖含量一般有苯酚法和蒽酮法两种测定方式。本文选用蒽酮法进行测定）
实验材料：植物叶片
实验试剂：（1）80％乙醇：
（2）葡萄糖标准溶液（100μg/mL）称取已在80℃烘箱中烘至恒重的葡萄糖5mg，用80%乙醇制成50ml溶液，即每毫升含糖为100μg的标准溶液。
（3）蒽酮试剂：称取0.276g蒽酮，溶于276ml浓硫酸（将228ml相对密度为1.84的浓硫酸用蒸馏水稀释300ml）溶液中，置于棕色瓶中，需当日配制使用。
实验方法：
（1）标准曲线的绘制：
取20ml带塞试管，编号，按下表配置系列浓度的标准葡萄糖溶液，然后在每支试管中加入5ml蒽酮试剂，摇匀，塞上塞子，在沸水浴中煮沸30min（水浴重沸后开始计时），取出，立刻用水冷却至室温，在620nm波长下，分别测量各管的光密度，用0号试管调零，以光密度为纵坐标，葡萄糖含量作为横坐标，绘制标准曲线。
表1 标准葡萄糖溶液浓度
管号 0 1 2 3 4 5 6